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Dans le milieu marin, une énorme diversité bactérienne est recensée. Dans l’océan Austral, seules les bactéries adaptées pour survivre et croître dans ses eaux froides sont abondantes. Alors, y a t-il des lots de bactéries spécifiques pour chaque océan ? Une question qui reste encore sans réponse… mais qui intrigue les scientifiques. Pour ses recherches, l’équipe d’Ingrid Obernosterer du Laboratoire d’océanographie microbienne de Banyuls (LOMIC) s’inscrit dans le programme international BIOGEOSCAPES. Celui-ci vise entre autres à comprendre davantage les communautés microbiennes des océans et leur fonction métabolique en lien avec les éléments traces. Ce programme regroupe des scientifiques internationaux déterminés à explorer les mers du monde entier pendant plusieurs années. À bord du Marion Dufresne, les scientifiques de Swings, océanographes microbiens, biologistes et biochimistes, se préoccupent de l’océan Austral, une zone marine très peu étudiée.

Inspiration, expiration : au rythme des bactéries

Les bactéries respirent comme nous, en absorbant de l’oxygène et en rejetant du dioxyde de carbone (CO2). À l’inverse, le phytoplancton se développe grâce à la photosynthèse, il consomme donc du dioxyde de carbone. Connaître l’équilibre entre absorption et production du CO2, et ainsi réaliser un bilan carbone pour décrire la capacité de l’océan à absorber ce gaz à effet de serre atmosphérique est donc un enjeu écologique majeur.

La diversité bactérienne est liée aux communautés du phytoplancton. Ce dernier produit de la matière organique qui est consommé par les bactéries dans la colonne d’eau. Les bactéries produisent du CO2 et des éléments nutritifs, un processus appelé reminéralisation. L’équilibre des processus physiologiques de ce « duo gagnant » peut être influencé par la température de l’eau et le manque de fer.

Pour réussir à étudier ces bactéries et réaliser le bilan carbone, il faut répondre aux questions suivantes : quelles sont les bactéries présentes et quel est leur taux de respiration ? Quelle est la production primaire due aux algues phytoplanctoniques ? Afin de réaliser toutes ces mesures, différentes techniques sont utilisées.

Une diversité bactérienne à toute épreuve

Ingrid Obernosterer dans son laboratoire à bord du Marion Dufresne ©Laurent Godard

« Si on regarde au microscope, toutes les bactéries se ressemblent, donc le seul moyen que l’on a est d’étudier la diversité bactérienne par des approches génomiques », confirme Ingrid Obernosterer, chercheuse CNRS au LOMIC. Par des techniques de biologie moléculaire, il s’agit de séquencer les gènes extraits de l’ADN et de l’ARN de la cellule bactérienne. Pour accomplir cette manipulation, un déploiement de bouteilles est opéré via les rosettes, dans le but de collecter un maximum d’eau. Les scientifiques utilisent des cartouches, sortes de filtres pliés entre eux pour concentrer les bactéries et récolter assez de biomasse. Pour conserver au mieux ces échantillons microbiens, une congélation comprise entre -20°C et -80°C est nécessaire. De retour au laboratoire, il s’agira de déterminer les gènes présents dans les échantillons, étape indispensable pour identifier la diversité des bactéries présentes à différentes profondeurs et régions océaniques.

Caractériser le génome des bactéries est essentiel, mais quantifier leur activité l’est tout autant. Pour cette recherche, une petite pastille de quelques millimètres est fixée aux parois des bouteilles d’incubations afin de mesurer la respiration des bactéries (la consommation en O2) maintenues à l’obscurité et à température constante.

Coloriser pour détecter la production d’algues

En parallèle, des collègues sud-africains et britanniques (dont Thomas Ryan Keogh) déterminent la production primaire. Pour cela, ils placent des échantillons d’eau de mer en bouteille dans des incubateurs présents sur le pont du bateau. Ces derniers sont de gros cylindres d’un mètre de long, qui sont exposés dans un endroit lumineux du navire et alimentés en continu par l’eau de surface. En effet, le phytoplancton doit retrouver ses conditions naturelles (radiations solaires et température de l’eau). Après 12 ou 24h de « culture », les scientifiques regardent le taux de croissance du phytoplancton. Ils vont également rajouter des nutriments sur certains prélèvements pour savoir si le nitrate, le phosphate, le fer, ou par exemple les métaux traces limitent la croissance.

À chaque nouvelle station, le protocole est reproduit. Cette répétition est importante pour les scientifiques, elle donne une idée de l’état de santé du phytoplancton en fonction de la géolocalisation. Pour estimer cette production primaire, les chercheurs déterminent le contenu en pigments (telle que la chlorophylle), indicateur de la biomasse de différents groupes phytoplanctoniques. Dans ce but, un litre d’eau de mer est filtré et sera ensuite analysé chimiquement à terre en chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC).

Autre technique, autre mesure, celle des sels nutritifs. Pour connaitre la concentration du nitrate, du phosphate et de l’acide silicique dans l’eau de mer, la spectrophotocolorimétrie est adéquate. Un enchaînement de procédures chimiques donne à la fin une colorisation de l’échantillon. En fonction de l’intensité de la couleur, il est possible de déterminer la concentration des sels nutritifs cités précédemment.